بررسی اثر سطوح مختلف میوه بلوط بر ساختار جمعیت و تنوع ژنتیک باکتریایی محتوی شکمبه با استفاده از تکنیک PCR-SSCP در بز مرخز

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری ، گروه علوم دامی، دانشکده علوم کشاورزی، دانشگاه کردستان، ایران،

2 دانشیار، گروه علوم دامی، دانشکده علوم کشاورزی، دانشگاه کردستان، ایران،

3 استادیار ، گروه علوم دامی، دانشکده علوم کشاورزی، دانشگاه کردستان،

چکیده

چکیده
سابقه و هدف: میوه بلوط حاوی مقادیر قابل توجهی از ترکیبات فعال بیولوژیکی از جمله تانن است. تانن‌ها ترکیبات پلی‌فنولیک گیاهی تاثیرگذار بر میکروارگانیسم شکمبه می‌باشند. تاثیر تانن وابسته به گونه میکروارگانیسم و یا منبع تانن جیره است. علیرغم اینکه پژوهش‌هایی در مورد تاثیر تانن بر جمعیت باکتریایی شکمبه انجام گرفته است اما بررسی اثر تغذیه میوه بلوط بر جمعیت باکتریایی شکمبه نیاز به تحقیق دارد. ارزیابی اثرات سطوح مختلف میوه بلوط بر تنوع زیستی جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه با استفاده از تکنیک مولکولی PCR-SSCP در بزغاله‌های مرخز مورد بررسی قرار گرفت.
مواد و روش‌ها: 24 راس بزغاله مرخز (میانگین وزنی 25/1 ± 93/16 و میانگین سنی 4 تا 5 ماه) در قالب یک طرح کاملا تصادفی به چهار جیره غذایی اختصاص داده‌شد. طول دوره تغذیه با جیره‌های آزمایشی 105 روز بود. جیره‌های غذایی شامل 1) جیره شاهد، 2) جیره حاوی 8 درصد میوه بلوط، 3) جیره حاوی 17 درصد میوه بلوط و 4) جیره حاوی 25 درصد میوه بلوط بود.
یافته‌ها: نتایج به‌دست آمده از این آزمایش نشان‌داد که استفاده از سطوح متفاوت بلوط در جیره غذایی دام بطور معنی‌داری بر تنوع جمعیت میکروارگانیسم شکمبه تاثیرگذار است. استفاده از میوه بلوط در مقایسه با جیره شاهد موجب افزایش تنوع جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه شد اما با افزایش سطح میوه بلوط در جیره غذایی تنوع جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه- نگاری بطور معنی‌داری کاهش پیدا کرد. تاثیر جیره بر تنوع زیستی جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه معنی‌دار بود(001/0P<). کمترین مقدار شاخص شانون مربوط به تیمار شاهد است که با سایر تیمارها اختلاف معنی‌داری داشت (05/0P<). بیشترین مقدار شاخص شانون مربوط به تیمار 8 درصد بلوط است که نسبت به تیمار 25 درصد بلوط و تیمار شاهد اختلاف معنی‌داری داشت (05/0P<). جایگاه نمونه‌برداری بر تنوع زیستی جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه تاثیر معنی‌داری داشت(001/0P<). بیشترین مقدار شاخص شانون مربوط به جایگاه ونترال و پیلار شکمبه و کمترین مقدار شاخص شانون مربوط به جایگاه دورسال شکمبه بود که تفاوت معنی‌داری نسبت به هم نشان‌دادند (05/0P<). در بین سایر جایگاه‌ها اختلاف معنی‌داری مشاهده نشد (05/0P>).
نتیجه‌گیری: نتایج نشان‌داد که استفاده از میوه بلوط تا سطح 17 درصد در جیره غذایی موجب افزایش در تنوع زیستی جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه شد درحالیکه استفاده از سطوح 25 درصد میوه بلوط در جیره غذایی موجب کاهش تنوع زیستی در جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه شد. جایگاه نمونه‌برداری بر تنوع زیستی جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه تاثیر معنی‌داری داشت. بیشترین مقدار شاخص شانون مربوط به جایگاه ونترال و پیلار شکمبه و کمترین مقدار شاخص شانون مربوط به جایگاه دورسال شکمبه بود که تفاوت معنی‌داری نسبت به هم نشان‌دادند.
واژه‌های کلیدی: میوه بلوط، تنوع زیستی، جمعیت باکتریایی محتوی شکمبه، PCR-SSCP، بزغاله‌های مرخز

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Effect of different levels oak acorn on biodiversity rumen content bacterial populations using molecular techniques of PCR-SSCP in Markhoz goats

نویسندگان [English]

  • Badri Amiri 1
  • Osman Azizi 2
  • Jalal Rostamzadeh 3
1 Doctoral student, Department of Animal Sciences, Faculty of Agricultural Sciences, University of Kurdistan, Iran.
2 Associate Professor, Department of Animal Sciences, Faculty of Agricultural Sciences, University of Kurdistan, Iran.
3 Assistant Professor, Department of Animal Sciences, Faculty of Agricultural Sciences, University of Kurdistan,
چکیده [English]

Background and objectives: Oak Acorn contains significant amounts of biologically active compounds including tannins. Tannins are plant polyphenolic compounds that affect the rumen microorganism. The effect of tannins depends on the species of microorganism or the source of dietary tannins. Although research has been done on the effect of tannin on the ruminal bacterial population, the effect of oak nutrition on the ruminal bacterial population needs to be investigated. Evaluation of the effects of different levels of oak Acorn on the biodiversity of rumen content bacterial populations was investigated using PCR-SSCP molecular technique in Markhoz goats.
Materials and Methods: 24 Markhz goats (mean weight 16.93 ± 1.25 and mean age 4 to 5 months) were allocated to four diets in a completely randomized design. The duration of feeding with experimental diets was 105 days. Experimental treatments included 1) control diet, 2) diet containing 8% oak acorn, 3) diet containing 17% oak acorn and 4) diet containing 25% oak acorn.
Results: The results obtained from this experiment showed that the use of different levels of oak in the diet of livestock significantly affects the population diversity of rumen microorganisms. The use of oak Acorn in comparison with the control diet increased the diversity of bacterial population containing rumen, but with increasing the level of oak Acorn in the diet, the diversity of bacterial population containing rumen was significantly reduced. The effect of diet on biodiversity of ruminal bacterial population was significant (P <0.001). The lowest value of Shannon index was related to the control treatment which was significantly different from other treatments (P <0.05). The highest value of Shannon index was related to 8% oak treatment which was significantly different from 25% oak treatment and control treatment (P <0.05). Sampling location had a significant effect on biodiversity of ruminal bacterial population (P <0.001). The highest value of Shannon index was related to ventral and ruminal position and the lowest value of Shannon index was related to dorsal ruminal position, which showed a significant difference (P <0.05). No significant difference was observed between other sites (P> 0.05).
Conclusion: The results showed that the use of oak acorn up to 17% in the diet increased the biodiversity of the rumen content bacterial populations, while the use of 25% oak fruit in the diet decreased the biodiversity of the rumen content bacterial populations. Sampling location had a significant effect on biodiversity of ruminal bacterial population. The highest value of Shannon index was related to ventral and ruminal position and the lowest value of Shannon index was related to dorsal ruminal position, which showed a significant difference.
Keywords: Oak Acorn, Biodiversity, Rumen content bacterial populations, PCR-SSCP, Markhoz goats

کلیدواژه‌ها [English]

  • Oak Acorn
  • Rumen content bacterial populations
  • PCR-SSCP
  • Markhoz goats

مراجع

 
Abadi, T. M. and Chaji, M. 2011. The Influence of the plant tannins on in vitro ruminal degradation and improving nutritive value of sunflower meal in ruminant. Journal of Pakistan Veterinary, 32: 225-228.
Ebrahimi, A., Khayami, M. and Nejati, V. 2009. Evaluation of antibacterial activity of hydroalcoholic extract of Iranian oak fruit by diffusion method. Journal of Medicinal Plants Quarterly, 9: 34-26.
Boubaker, A. G., Abdouli, H., Mosquera Losada, M.R., Tayachi, L., Mnsouri, M. and Zidib, L. 2007. Cork oak (Querqus Suber L.) acorn as a substitute for barley in the diet of rabbits: Effect on in vivo digestibility, growth and carcass characteristics. Journal of Animal and Veterinary Advances, 6: 1219-1222.
Bretschger, O., Osterstock, J.B., Pinchak, W.E., Ishii, S. and Nelson, K.E. 2010. Microbial fuel cells and microbial ecology: applications in ruminant health and production research. Journal of Microbial Ecology, 59: 415–427.
Chen, Y., Penner, G.B., Li, M., Oba, M. and Guan, L.L. 2011. Changes in bacterial diversity associated with epithelial tissue in the beef cow rumen during the transition to a high-grain diet. Journal of Applied and Environmental Microbiology, 77: 5770–5781.
Cheng, K.J., Fay, J.P., Coleman, R. N., Milligan, L.P. and Costerton, J.W. 1981. Formation of bacterial microcolonies on feed particles in the rumen. Journal of Applied and Environmental Microbiology, 41: 298-305.
Donovan, L.O. and Brooker, J.D. 2001. Effect of hydrolysable and condensed tannins on growth, morphology and metabolism of Streptococcus gallolyticus (S. caprinus) and Streptococcus bovis. Journal of Microbiology, 4: 1025–1033.
Ephraim, E., Odenyo, A. and Ashenafi, M. 2005. Screening for tannin degradation by rumen and faecal samples of wild and domestic animals in Ethiopia. Journal of Microbiology and Biotechnology, 21: 803–809.
Firkins, J.L. 2010. Reconsidering rumen microbial consortia to enhance feed efficiency and reduce environmental impact of ruminant livestock production systems. Journal of Revista Brasileira de Zootecnia, 39: 445-457.
Ghaderi, Q.M., Mahonak, A.S., Aalmi, M., Victim, M. and Azizi, M.H. 2011. Evaluation of anti-radical activity, regenerative power and antioxidant capacity of phenolic extract of an oak variety (Q.branti var. Persica). Journal of Food Industry Research, 1: 104-93.
Jany, J.L. and Georges, B. 2008. Culture-Independent methods for dentifying microbial communities in cheese. Journal of Food Microbiology, 25: 839-848.
Jenkins, T.C., Wallace, R.J., Moate, P.J. and Mosley, E.E. 2007. Board-Invited review: recent advances in biohydrogenation of unsaturated fatty acids within the rumen microbial ecosystem. Journal of Animal Science, 86: 397-412.
Jill, E. C. 2004. Impact of 16S rRNA gene sequence analysis for identification of bacteria on clinical microbiology and infectious diseases. Journal of Clinical Microbiology Reviews, 17: 840–862.
Kamra D. N. 2005. Rumen microbial ecosystem. Journal of Current Science, 89: 124-135.
Lawrence, G., Gunton, J., Turenne, Ch. Y., Wolfe, J. and Kabani, A. M. 2001. Identification of mycobacterium species by multiple-fluorescence PCR–single-strand conformation polymorphism analysis of the 16S rRNA gene. Journal of Clinical Microbiology, 39: 3085–3091.
Lorna, J. M. and Jones, G. A. 1981. Isolation and presumptive identification of Adherent epithelial bacteria ("epimural" bacteria) from the ovine rumen wall. Journal of Applied and Environmental Microbiology, 41: 1020-1028.
Martin, M. L. 2011. Sainfoin tannins and their impact on protein degradation during silage and rumen fermentation and testing of novel techniques. Doctoral thesis swedish university of ugricultural sciences uppsala. Acta Universitatis Agriculturae Sueciae.
Mcallister, T.A., Bae, H.D., Jones, G.A. and Cheng, K.J. 1994. Microbial attachment and feed digestion in the rumen. Journal of Animal Science, 72: 3004-3018.
Mccowan, R.P., Cheng, K. J. and Costerton, J. W. 1980. Adherent bacterial populations on the bovine rumen wall: distribution patterns of adherent bacteria. Journal of Applied and Environmental Microbiology, 39: 233-241.
McSweeney, Ch., Kang, S., Davis, E.G.C., Morrison, M. and Denman, S. 2009. Recent developments in nucleic acid based techniques for use in rumen manipulation. Journal of Sociedade Brasileira de Zootecnia, 38: 341-351.
Mehansho, H., Asquith, T. N., Butler, L. G., Rogler, J. C. and Carlson, D. M. 1992. Tannin-mediated induction of proline-rich protein synthesis. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 40(1): 93-97.
Michelland, R. J., Monteils, V., Zened, A., Combes, S., Cauquil, L., Gidenne,T., Hamelin, J. and Fortun-Lamothe, L. 2009. Spatial and temporal variations of the bacterial community in the bovine digestive tract. Journal of Applied Microbiology, 107: 1642–1650.
Muetzel, S. and Becker, K. 2006. Extractability and biological activity of tannins from various tree leaves determined by chemical and biological assays as affected by drying procedure. Journal of Animal Feed Science and Technology, 125: 139–149.
Nocker, A, Burr, M. and Camper, A, K. 2007. Genotypic microbial community profiling: a critical technical review. Journal of Microbial Ecology, 54: 276–289.
Patra, A.K. and Saxena, J. 2009a. The effect and mode of action of saponins on the microbial populations and fermentation in the rumen and ruminant production. Journal of Nutrition Research Reviews, 22: 204–219.
Patra, A.K. and Saxena, J. 2009b. Dietary phytochemicals as rumen modifiers: a review of the effects on microbial populations. Journal of Antonie van Leeuwenhoek, 96: 363–375.
Patra, A.K. and Saxena, J. 2010. A new perspective on the use of plant secondary metabolites to inhibit methanogenesis in the rumen. Journal of Phytochemistry, 71: 1198–1222.
Pitta, D., Pinchak, W. W. E., Dowd, S. E., Osterstock, J., Gontcharova, V., Youn, E., Dorton, K., Yoon, I., Min, B. R., Fulford, J. D., Wickersham, T. A. and Malinowski. D. P. 2010. Rumen bacterial diversity dynamics associated with changing from bermudagrass hay to grazed winter wheat diets. Journal of Microbial Ecology, 59: 511–522.
Ranilla, M. J., Garcia, A. I. M., Alcaide, E. M. and Carro, M. D. 2009. Analysis of microbial communities in rusitec and single- flow continuous culture fermenters by PCR-SSCP: effects of basal dite. Journal of Options Mediterraneennes, 85: 239- 243.
Rosales, R.B. 1999. Condensed tannins in tropical forage legumes: their characterisation and study of their nutritional impact from the standpoint of structure-activity relationships. Department of Agriculture, the University of Reading.
Russell, J.B., Muck, E.R. and Weimer, P.J. 2008. Quntitative analysis of cellulose degradation and growth of cellulolytic bacteria in the rumen. Journal of FEMS Microbiology Ecology, 67: 183-197.
Sadet, S., Martin, C., Meunier, B. and Morgavi, D.P. 2007. PCR-DGGE analysis revelas a distinct diversity in the bacterial population attached to the rumen epithelium. Journal of Animal Bioscience, 1: 939-944.
SAS. 2002. User's guide: Statistics, Version 9.1. SAS Institute, Inc. Cary, NC, USA.
Singh, B., Chaudhary, L. C., Agarwal, N. and Kamra, D. N. 2011. Effect of feeding ficus infectoria leaves on rumen microbial profile and nutrient utilization in goats. Journal of Animal Science, 24:810-817.
Sun, Y.Z., Maob, S.Y. and Zhu, W.Y. 2009. Rumen chemical and bacterial changes during stepwise adaptation to a high-concentrate diet in goats. Journal of the Animal Consortium, 4: 210–217.
نشریه پژوهش‌ در نشخوار کنندگان
دوره 11، شماره 2
شهریور 1402
صفحه 1-18

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار