اثرات سطوح پروتئین و مکمل سازی گلوتامین بر فراسنجه‌های خونی و ایمنی، برخی شاخص های التهابی بره‌های نر پرواری افشاری در شرایط تنش گرمایی

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری تغذیه دام،، گروه علوم دامی، دانشکده علوم دامی و شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران

2 استاد، گروه علوم دامی، دانشکده علوم دامی و شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران

3 دانشیار، گروه علوم دامی، دانشکده علوم دامی و شیلات، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران

چکیده

چکیده
سابقه و هدف: تنش گرمایی به‌طور بالقوه دارای عوارض فیزیولوژیک متعددی همچون ناهنجاری‌های تولیدمثلی، ضعف سیستم ایمنی، التهاب، عدم تعادل الکترولیتی و کاهش مصرف خوراک است که به خسارات اقتصادی زیادی در صنعت پرورش گوسفند و بز منجر می‌شود. گلوتامین فراوان‌ترین اسید آمینه در بدن است که دارای نقش‌های مانند ساخت پروتئین، افزایش تعادل نیتروژن، تحریک سیستم ایمنی، اثرات آنابولیک و ضد کاتابولیک بر عضلات، ضد التهاب و آنتی‌اکسیدانت است. این آزمایش به‌منظور بررسی اثرات سطح پروتئین (برابر و 10 درصد بالاتر از نیاز بر اساس توصیه انجمن ملی پژوهش‌ها، 2007) و مکمل گلوتامین بر فراسنجه‌های خونی و ایمنی، برخی شاخص‌های التهابی بره‌های پرواری طی تنش گرمایی انجام شد.
مواد و روش‌ها: در این پژوهش از تعداد 16رأس بره نر نژاد افشاری با میانگین وزن22/0 ± 5/31 کیلوگرم و میانگین سن 3 تا 4 ماه استفاده شد. بره‌های آزمایشی در 4 تیمار و 4 تکرار و در قالب طرح کاملاً تصادفی به مدت 45 روز مورد آزمایش قرار گرفتند. تیمارهای آزمایشی شامل: 1- جیره پایه (پروتئین قابل متابولیسم برابر احتیاجات)، 2- جیره پایه همراه با گلوتامین (2/0 گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن)، 3- جیره دارای 10درصد پروتئین قابل متابولیسم بیشتر از احتیاجات و 4- جیره دارای10 درصد پروتئین قابل متابولیسم بالاتر همراه با گلوتامین (2/0 گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن) بود. خون‌گیری از سیاهرگ گردن دو ساعت پس از وعده غذایی صبح در روزهای 15، 30 و 45 پرواربندی با کمک لوله‌های ونوجکت دارای ماده ضد‌انعقاد انجام شد. فراسنجه‌های خون شامل آلبومین و پروتئین کل پلاسما، آلکالین فسفاتاز و مالون‌دی‌آلدئید با کیت‌های مربوطه و با آنالایزر خودکار اندازه‌گیری شدند. غلظت سیتوکین‌ها شامل اینترلوکین 2، اینترلوکین 6 و اینترلوکین 10 و همچنین ایمنوگلوبولین G با استفاده از کیت‌های الایزا اندازه‌گیری شد.
یافته‌ها: اثر تیمارها بر آلبومین خون در روز پانزدهم پرواربندی تفاوت معنی‌داری نشان نداد. در حالی‌که در روزهای 30 و 45 پرواربندی، اثرات تیمارها بر آلبومین خون معنی‌دار بود (به‌ترتیب 0217/0=P و 0087/0=P). گلوتامین غلظت پروتئین کل پلاسما در روزهای 30 و 45 را افزایش داد (به‌ترتیب 0071/0=P و 0019/0=P). همچنین افزایش سطح پروتئین در جیره بره‌های پروار در روزهای 30 و 45 پروتئین کل پلاسما را افزایش داد (به‌ترتیب 0139/0=P و 0386/0=P). در روز 45 پرواربندی، افزودن گلوتامین سبب افزایش آنزیم آلکالین‌فسفاتاز خون شد (0123/0=P). همچنین مصرف مکمل گلوتامین در روزهای 30 و 45 پرواربندی سبب کاهش مالون‌دی‌آلدئید شد (به‌ترتیب 0012/0=P و 0029/0=P). تفاوت معنی‌داری در تعداد گلبول‌های قرمز، سطح هموگلوبین، هماتوکریت، میانگین غلظت هموگلوبین گلبولی و میانگین حجم گلبولی بین تیمارها در روزهای 15 و 30 پرواربندی مشاهده نشد. در حالی‌که در روز 45، گلوتامین تعداد گلبول‌های قرمز و درصد هماتوکریت را کاهش داد (به‌ترتیب 0036/0=P و 0081/0=P). تعداد گلبول‌های سفید خون در روزهای 30 و 45 پرواربندی با افزودن گلوتامین افزایش یافت (به‌ترتیب 0004/0=P و 0012/0=P). اثر تیمارها بر ایمنوگلوبولین G ، اینترلوکین 2 و اینترلوکین 10 خون در روز 15 پرواربندی معنی‌دار نبود، در حالی‌که تیمارها در روز 30 و 45 پرواربندی مقادیر ایمنوگلوبولین G را افزایش دادند (به‌ترتیب 0287/0=P و 0001/0P<). همچنین اینترلوکین 2 در روزهای 30 و 45 تحت تأثیر تیمارها افزایش یافت (به‌ترتیب 0001/0P< و 0001/0P<). در روزهای 30 و 45 پرواربندی، افزودن گلوتامین مقادیر اینترلوکین 10 را افزایش داد (به‌ترتیب 0194/0=P و 0007/0=P). غلظت اینترلوکین 6 در روز 45 پرواربندی با افزودن گلوتامین و افزودن سطح پروتئین قابل متابولیسم کاهش یافت (به‌ترتیب 0004/0=P و 0233/0=P).
نتیجه‌گیری: در شرایط این آزمایش، جیره پایه همراه با گلوتامین نتایج بهتری نسبت به سایر جیره‌ها نشان داد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effects of Protein Levels and Glutamine Supplementation on Hematological and Immune Parameters, Some Inflammatory Indicators of Afshari fattening Male lambs Under Heat Stress Condition

نویسندگان [English]

  • Hadi Mohamadzadeh 1
  • Asadollah Teimouri Yansari 2
  • Eissa Dirandeh 3
1 PhD student in animal nutrition, Department of Animal Science, Faculty of Animal Science and Fisheries, Sari University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Sari, Iran
2 Professor, Department of Animal Science, Faculty of Animal Science and Fisheries, Sari University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Sari, Iran
3 Associate Professor, Department of Animal Science, Faculty of Animal Science and Fisheries, Sari University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Sari, Iran
چکیده [English]

Background and Objectives: Heat stress (HS) potentially has several physiological complications that lead to great economic losses in the sheep and goat breeding industry, including reproductive disorders, immune system weakness, inflammation, electrolyte imbalance and reduced feed intake. Glutamine is the most abundant amino acid in the body and this amino acid has different roles such as building proteins, increasing nitrogen balance, stimulating the immune system, anabolic and anti-catabolic effects on muscles, anti-inflammatory and antioxidant. This experiment was conducted to evaluate the effects of glutamine supplementation and protein level (equal to and 10% higher than National Research Council requirement) on blood parameters, inflammatory and immune indices of fattening lambs during heat stress.
Materials and methods: In this study, 16 Afshari male lambs with an average weight of 31.5 ± 0.22 kg and an average age of 3 to 4 months were used. Experimental lambs were tested in 4 treatments and 4 repetitions in a completely randomized design for 45 days. Experimental treatments include: 1- basic diet (metabolizable protein equal to requirements), 2- basic diet with glutamine (0.2 grams per kilogram of body weight), 3- diet with 10% more metabolizable protein than reqirements and 4- The diet had 10% higher metabolizable protein with glutamine (0.2 grams per kilogram of body weight). Blood sampling was done from the jugular vein two hours after the morning meal on the 15th, 30th and 45th days of fattening with the help of Venoject tubes containing anticoagulant. Blood parameters including albumin (Alb) and total protein of plasma, alkaline phosphatase and malondialdehyde were measured with relevant kits and with an automatic analyzer. The concentration of cytokines was including interleukin 2, interleukin 6 and interleukin 10 as well as Immunoglobulin G was measured using ELISA kits.
Results: The effects of the treatments on blood Alb on the 15th day of fattening did not show any significant difference. While on days 30 and 45 of fattening, the effects of treatments on blood Alb were significant (P=0.0217 and P=0.0087, respectively). Glutamine increased total plasma protein concentration on days 30 and 45 (P=0.0071 and P=0.0019, respectively). Also, increasing the protein level in the diet of fattening lambs on days 30 and 45 increased TP of plasma (P=0.0139 and P=0.0386, respectively). On the 45th day of fattening, addition of glutamine increased blood ALP enzyme (P=0.0123). Also, taking glutamine supplement on the 30th and 45th days of fattening decreased MDA (P=0.0012 and P=0.0029, respectively). There was no significant difference in the number of red blood cells, hemoglobin level, hematocrit, mean concentration of hemoglobin in cells and mean cell volume between treatments on the 15th and 30th days of fattening. While on day 45, glutamine decreased the number of red blood cells and hematocrit percentage (P=0.0036 and P=0.0081, respectively). The number of white blood cells increased on the 30th and 45th days of fattening with the addition of glutamine (P=0.0004 and P=0.0012, respectively). The effect of treatments on blood IgG, IL-2 and IL-10 on the 15th day of fattening was not significant, while the treatments on the 30th and 45th day of fattening increased the values of IgG (P=0.0287 and P<0.0001, respectively). In addition, IL-2 increased on days 30 and 45 under the influence of treatments (P<0.0001 and P<0.0001, respectively). On the 30th and 45th days of fattening, addition of glutamine increased the levels of IL-10 (P=0.0194 and P=0.0007, respectively). The concentration of IL-6 on the 45th day of fattening decreased with the addition of glutamine and the addition of metabolizable protein level (P=0.0004 and P=0.0233, respectively).
Conclusion: In the conditions of this experiment, the basic diet with glutamine showed better results than other diets.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Heat Stress
  • Immune system
  • Inflammatory Indicator
  • Hematological Parameter
  • Glutamine

مراجع

Abdel-Ghani, A.A., Solouma, G.M.A., AbdElmoty, A.K.I., Kassab, A.Y. and Soliman, E.B. 2011. Productive performance and blood metabolıtes as affected by protected protein in sheep. Open Journal of Animal Sciences, 1: 24-32.
Al-Dawood, A. 2017. Towards heat stress management in small ruminants –a review. Annals of Animal Science, 17(1): 59–88
Amanlou, H., Karimi, A., Mahjoubi, E. and Milis, C. 2011. Effects of supplementation with digestible undegradable protein in late pregnancy on ewe colostrum production and lamb output to weaning. Journal of Animal Physiology and Animal Nutrition, 95: 616-622.
AOAC. 2005. Official Method of Analysis. 18th Edition, Association of Official Analytical Chemists, Washington DC.
Bagath, M. and Sejian, V. 2018. Heat stress and immune function in livestock. Multidisciplinary Advances in Veterinary Science, 2(4): 395-398.         
Berg, J.M., Tymoczko, J.L. and Stryer.L. 2007. Biochemistry. 6th ed. W.H. Freeman Custom Publishing, New York, NY.
Buchet, R., Millán, J.L. and Magne D. 2013. Multisystemic Functions of Alkaline Phosphatases. Pp. 27-51 in Phosphatase Modulators. J. Millan, Ed. Humana Press, Totowa, New Jersey.
Cannas, A., Tedeschi, L.O., Fox, D.G., Pell, A.N. and Van Soest, P.G. 2004. A mechanistic model for predicting the nutrient requirements and feed biological values for sheep. Journal of Animal Science, 82:149-169.
Caroprese, M., Albenzio, M., Marino, R., Santillo, A. and Sevi, A. 2012. Immune response and milk production of dairy cows fed graded levels of rumen-protected glutamine. Research in Veterinary Science, 93:202–209.
Chang, W.K., Yang, K.D, and Shaio, M, F. 1999. Lymphocyte proliferation modulated by glutamine: involved in the endogenous redox reaction. Clinical and Experimental Immunology, 117: 482–488.
Collier, R.J., Collier, J.L., Rhoads, R.P. and Baumgard, L.H. 2008. Invited review: genes involved in the bovine heat stress response. Journal of Dairy Science, 91: 445–454.
Curi, R., Newsholme, P., Procopio, J., Lagranha, C., Gorjao, R. and Pithon-Curi, T.C. 2007. Glutamine, gene expression and cell function. Frontiers Biology Science, 12: 344–57.
Dangi, S.S., Gupta, M., Maurya, D., Yadav, VP., Panda, R.P., Singh, G., Mohan, N.H., Bhure, S.K., Das, B.C., Bag, S., Mahapatra, R.K. and Sarkar, M. 2012. Expression Profile of HSP genes during different seasons in goats (Capra hircus). Tropical Animal Health and Production, 44: 1905–1912.
Dikmen, S. and Hansen, P.J. 2009. Is the temperature-humidity index the best indicator of heat stress in lactating dairy cows in a subtropical environment? Journal of Dairy Science, 92:109–116.
Duncan, D. B. 1955. Multiple ranges and multiple "F" test. Biometrics, 11: 1-12.
Helal, A., Hashem, A.L.S., Abdel – Fattah, M.S. and El –Shaer, H.M. 2010. Effects of heat stress on coat characteristics and physiological responses of Balady and Damascus goats in Sinai, Egypt. Amer. Euras. Journal of Agriculture and Environmental Science, 7: 60–69.
Hsu, C.B., Lee, J.W., Huang, H.J., Wang, C.H., Lee, T.T. and Yen, H.T. 2012. Effects of Supplemental Glutamine on Growth Performance, Plasma Parameters and LPS-induced Immune Response of Weaned Barrows after Castration. Asian-Australasian Journal of Animal Sciences, 25: 674-681.
Houdijk, J.G.M., Kyriazakis, I., Jackson, F., Huntley, J.F. and Coop, R.L. 2000. Can an increased intake of metabolizable protein affect the periparturient relaxation in immunity against Teladorsagia circumcincta in sheep? Veterinary Parasitology, 91: 43-62.
Huntington, G. B., Reynolds, C. K. and Stroud, B. H. 1989. Techniques for measuring blood flow in splanchnic tissues of cattle. Journal of Dairy Science, 72: 1583–1595.
Kew, S., Wells, S., Yaqoob, P., Wallace, F.A., Miles, E.A. and Calder, P.C. 1999. Dietary glutamine enhances murine T-lymphocyte responsiveness. Journal of Nutrition, 129: 1524–1531.
Lacetera, N., Bernabucci, U., Scalia, D., Ronchi, B., Kuzminsky, G. and Nardone, A. 2005. Lymphocyte functions in dairy cows in hot environment. International Journal of Biometeorology, 50: 105–110.
Lin. M.T., Kung, S.P., Yeh, S.L., Liaw, K.Y., Wang, M.Y., Kuo, M.L., Lee, P.H. and Chen, W.J. 2005. Glutamine-supplemented total parenteral nutrition attenuates plasma interleukin-6 in surgical patients with lower disease severity. World Journal of Gastroenterology, 11(39): 6197-6201.
Lobley, G.E., Hoskin S.O. and McNeil C.J. 2001. Glutamine in Animal Science and Production. Journal of Nutrition, 131: 2525S–2531S.
Mader T.L., Davis M.S. and Brown-Brandl T. 2006. Environmental factors influencing heat stress in feedlot cat­tle. Journal of Animal Science, 84: 712-719.
Mills, E.L., Kelly, B. and O’Neill, L.A. 2017. Mitochondria are the powerhouses of immunity. Nature Immunology, 18: 488.
Montilla, R. and Sandra, I. 2013. The effects of heat stress in redox balance and inflammatory signaling in porcine skeletal muscle. Graduate Theses and Dissertations. 13583.
Newsholme, E.A. and Parry-Billings, M. 1990. Properties of glutamine release from muscle and its importance for the immune system. Journal of Parenteral and Enteral Nutrition, 14: 63S–67S.
Nisar, A., Sultana, M. and Ashraf, H. 2013. Oxidative stress-threat to animal health and production. International Journal of Livestock Research, 3: 76–83. ‌
Nonnecke, B.J., Foote, M.R., Smith, J.M., Pesch, B.A. and Van Am-burgh, M.E. 2003. Composition and functional capacity of blood mononuclear leukocyte populations from neonatal calves on standard and intensified milk replacer diets. Journal of Dairy Science, 86: 3592-3604.
National Research Council. 2007. Nutrient Requirements of Small Ruminants Sheep, Goats, Cervids, and New World Camelids. Natl. Acad. Press, Washington, DC.
Ocheja, O.B., J.O. Ayo., T. Aluwong. and N.S. Minka. 2017. Effects of L- glutamine on rectal temperature and some markers of oxidative stress in Red Sokoto goats during the hot-dry season. Journal of Tropical Animal Health and Production, 6: 1273-1280.
Okoruwa M.I. 2014. Effect of heat stress on thermoregulatory, live body weight and physiological responses of dwarf goats in southern Nigeria. European Scientific Journal, 10: 255–264.
Parry-Billings, M., Evans, J., Calder, P. and Newsholme, E.A. 1990. Does glutamine contribute to immunosuppression after major burns? The Lancet Oncology, 336: 523–525.
Pearce, S.C., Mani, V., Boddicker, R.L., Johnson, J.S., Weber, T.E., Ross, J.W., Rhoads, R.P., Baumgard, L.H. and Gabler, N.K. 2013. Heat stress reduces intestinal barrier integrity and favors intestinal glucose transport in growing pigs. Plos One, 8: E70215.
Peng, H.C. Chen, Y.L., Chen, J.R., Yang, S.S., Huang, K.H., Wu, Y.C., Lin, Y.H. and Yang, S.C., 2011. Effects of glutamine administration on inflammatory responses in chronic ethanol-fed rats. Journal of Nutrition Biochemistry, 22: 282-288.  
Ribeiro, M.N., Ribeiro. N.L., Bozzi, R. and Costa, R.G. 2018. Physiological and biochemical blood variables of goats subjected to heat stress. Journal of Applied Animal Research, 46(1): 1036-1041.
Roth, E. 2008. Nonnutritive Effects of Glutamine. The Journal of Nutrition, 138: 2025S–2031S. 2011.
SAS. 2003. SAS Users Guide. SAS Institute Inc., Cary, NC, USA.
Sahraei, H.R., Kiani, A., Azarfar, A. and Khamisabadi, H. 2020. Effect of Late Gestational Betaine Supplementation on Intermediate Metabolites, Homocysteine and Lipid Peroxidation in Pregnant Ewes and Their Offspring. Iranian Journal of Applied Animal Science, 10(3): 483-489.
Spittler, A., Winkler, S., Gotzinger, P., Oehler, R., Willheim, M., Tempfer, C., Weigel, G., Fugger, R., Boltz-Nitulescu, G. and Roth, E. 1995. Influence of glutamine on the phenotype and function of human monocytes. Blood, 86: 1564–1569.
Tanha, T., Amanlou, H., Chamani, M., Ebrahimnezhad, Y., Salamatdost, R., Maheri, N. and Fathi. M. 2013. Impact of glutamine on glutathione peroxidase activity (GPX) and total antioxidant status (TAS) during transition period in Holstein dairy cows. Journal of Cell and Animal Biology, 5: 206-214.
Van der Vusse, G. J. 2009. Albumin as fatty acid transporter. Drug Metabolism and Pharmacokinetics, 24: 300–307.
Van Soest, P. J., Robertson, J. B. and Lews. B. A. 1991. Methods for dietary fiber neutral detergent fiber and nonstarch poly sacharides in relation to animal nutrition. Journal of Dairy Science, 74: 3583-3597.
Wu, G., Bazer, F.W., Burghardt, R.C., Johnson, G.A., Kim, S.W. Li, X.L., Satterfield, M.C. and Spencer, T.E. 2010. Impacts of amino acid nutrition on pregnancy outcome in pigs: mechanisms and implications for swine production. Journal of Animal Science, 88: E195–E204.
Wu, Q.J., Wang, C., Zhu, L.L., Wang, S.Q., Zhao, L., Xing, Z.Y., Zhang, B.L., Jia, W.H., Ma, Y. and Wang, Y.Q. 2022. Effects of glutamine on growth performance and immune function of high- concentrate fattening Hu lambs. Small Ruminant Research, 216:106-113.
Yaqub, L.S., Kawu, M.U. and Ayo, J.O. 2013. Influence of reproductive cycle, sex, age and season on haematologic parameters in domestic animals: a review. Journal of Cell and Animal Biology, 7(4): 37-43.
Yassad, A., Husson, A., Bion, A. and Lavoinne, A. 2000. Synthesis of interleukin 1 and interleukin 6 by stimulated rat peritoneal macrophages: modulation by glutamine. Cytokine, 12: 1288-1291.
نشریه پژوهش‌ در نشخوار کنندگان
دوره 11، شماره 2
شهریور 1402
صفحه 91-110

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار