تاثیر تغذیه گلوتامین بر بیان ژن‌های میوژنیک در ماهیچه گوسفند نر زل در شرایط تنش گرمایی

نوع مقاله : مقاله کامل علمی- پژوهشی

نویسندگان

1 دانشیار، گروه علوم دامی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری،

2 دانشیار ، گروه علوم دامی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری،

3 استاد، گروه علوم دامی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری

4 دانشجوی دکتری فیزیولوژی دام، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری

چکیده

چکیده
سابقه و هدف: در حال حاضر هدف از پرورش گوسفند در ایران تولید گوشت می‌باشد، لذا افزایش تولید در این بخش نیازمند اقداماتی نظیر اصلاح نژاد و همچنین راهکارهای کوتاه مدت نظیر بهبود شرایط بهداشتی و تغذیه‌ای است. درک رشد و توسعه ماهیچه اسکلتی، یکی از اهداف بسیار مهم در صنعت پرورش دام و تولید گوشت بوده که با جنبه‌های ویژه‌ای از طب انسانی نیز می‌تواند در ارتباط باشد. لذا هدف از این پژوهش، تعیین تاثیر تغذیه گلوتامین به‌عنوان یک راهکار تغذیه‌ای بر بیان ژن‌های میوژنیک در ماهیچه گوسفند زل در شرایط تنش گرمایی است.
مواد و روش‌ها: برای انجام این پژوهش 12 راس بره پرواری زل نر با متوسط وزن 6/1±25 کیلوگرم به‌صورت تصادفی با دو سطح مکمل گلوتامین (صفر و 2/0 گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن در روز) به مدت 60 روز تحت تأثیر تنش گرمایی تغذیه شدند. نمونه گیری از ماهیچه ران در دو زمان مختلف (اواسط (روز 30) و انتهای دوره آزمایشی (روز 60)) با گان مخصوص بیوپسی با سوزن قطر 14 از سه گوسفند در هر تیمار گرفته شد. سپس نمونه ها در سرم فیزیولوژی شستشو و تا زمان استخراج RNA کل در دمای 96- درجه سانتی‌گراد قرار داده شد. استخراج RNA با استفاده از ترایزول و بر مبنای دستورالعمل شرکت سازنده (اینویتروژن، شماره کاتالوگ 40200) صورت گرفت. برای تهیه cDNA از کیتQuantifast Revears-Transcriptase شرکت کیاژن استفاده شد. سطوح mRNA ژن‌ها با روش 2-ΔΔCT برآورد شد.ژن YWHAZ به‌عنوان ژن مرجع مورد استفاده قرار گرفت. کلیه نمونه‌ها با دو تکرار استفاده شدند. مقایسه بین گروه‌ها با استفاده از آزمون t در نرم افزار آماری SAS (نسخه 1/9) انجام شد.
یافته‌ها: نتایج پژوهش حاضر نشان داد تغذیه گلوتامین بیان ژن‌های Myf5 (75/2 برابر)، MyoD (89/3 برابر)، MRF4 (16/2 برابر)، Myogenin (76/4 برابر) را افزایش و بیان ژن Myostatin (54/4 برابر) را در روز 21 آزمایش کاهش داد. در روز 42 آزمایش نیز تغذیه گلوتامین مشابه روز 21 تغذیه گلوتامین بیان ژن‌های Myf5 (10/2 برابر)، MyoD (56/2 برابر)، MRF4 (78/2 برابر)، Myogenin (25/5 برابر) را افزایش و بیان ژن Myostatin (03/3 برابر) را به طوز معنی داری کاهش داد.
نتیجه‌گیری: به‌طور کلی با توجه به تاثیر تغذیه گلوتامین در سطح 2/0 گرم به ازای هر کیلوگرم وزن بدن در روز بر بیان ژن‌هایی میوژنیک در ماهیچه ران در شرایط گرمایی استفاده از آن در صورت تکرارپذیری نتایج می‌تواند راهکاری برای افزایش عملکرد رشد گوسفندان در شرایط تنش گرمایی باشد.
واژه‌های کلیدی: تغذیه، گلوتامین، بیان ژن، گوسفند، Realtime PCR

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Effect of glutamine feeding on myogenic genes expression in muscle of male Zell sheep under heat stress condition

نویسندگان [English]

  • Essa Dirandeh 1
  • Zarbakht Ansari 2
  • Asadollah Teymoori 3
  • Azam Ghaderi 4
1 Associate Professor, Department of Animal Sciences, Sari University of Agricultural Sciences and Natural Resources,
2 Associate Professor, Department of Animal Sciences, Sari University of Agricultural Sciences and Natural Resources,
3 Professor, Department of Animal Sciences, Sari University of Agricultural Sciences and Natural Resources
4 PhD student in Animal Physiology, Sari University of Agricultural Sciences and Natural Resources
چکیده [English]

Abstract
Background and objectives: Currently, sheep breeding in Iran aims to produce meat; therefore increasing production in this part requires measures such as breeding and short-term solutions such as improving health and nutritional conditions. Understanding the growth and development of skeletal muscle is one of the most important goals in the animal breeding and meat production industry, which can be related to special aspects of human medicine. Therefore, the aim of this research was to determine the effect of glutamine feeding as a nutritional strategy on myogenic gene expression in the muscle of Zell sheep under heat stress conditions.
Materials and methods: Zell sheep cows (n = 12) with an average weight of 25.0±1 Kg randomly assigned fed with different glutamine levels (0 and 0.2 g/kg body weight. Diets were fed for 60 days under heat stress conditions. Sampling of the thigh muscle was taken at two different times (in the middle of the experiment and at the end of the experimental period) with a special biopsy gun with a 14-diameter needle from three sheep in each treatment. Then the samples were washed in physiological serum and kept at -96°C until total RNA extraction. RNA extraction was done with trizol and based on manufacture instructions (Invitrogen). The RNA was reversely transcribed in the presence of 1 mmol/L oligo (dT) primer and 4 U Omniscript RTase (Omniscript RT Kit; Qiagen, Mississauga, Ontario, Canada) according to the manufacturer’s instructions. To ensure the amplification, they were tested using a cDNA and Real-time PCR (model CORBETT 3000, Australia). Data were normalized to a calibrator sample using the 2ΔΔCt method with correction for amplification efficiency. Samples were expressed relative to YWHAZ as a housekeeping gene, which was stable under the culture conditions used. Data was analyzed using t-test (SAS 9/1).
Results: The results of the present study showed that glutamine feeding increased the expression of Myf5 (2.75 times), MyoD (3.89 times), MRF4 (2.16 times), Myogenin (4.76 times), and the expression of Myostatin gene (54 4 times) on the 21st day of the experiment. On the 42nd day of the experiment, glutamine feeding increased the expression of Myf5 (2.10 times), MyoD (2.56 times), MRF4 (2.78 times), and Myogenin (5.25 times) genes, like the 21st day of glutamine feeding. And it decreased the expression of the Myostatin gene (3.03 times) on the contrary.
Conclusion: The results of the present study showed, in general, that considering the effect of glutamine nutrition on the expression of myogenic genes in heat conditions, its use can be a solution to increase growth performance in heat stress conditions if the results are reproducible.

Keywords: Gene expression, Glutamine, Sheep, Real-time- PCR

کلیدواژه‌ها [English]

  • Gene expression
  • Glutamine
  • Sheep
  • Real time- PCR
Argilés, J. M., Orpi, M., Busquets, S. & López-Soriano, F. J. (2012). Myostatin: More than just a regulator of muscle mass. Drug Discovery Today, 17(13–14):702–709.
Arimura, T., Bos, J. M., Sato, A., Kubo, T., Okamoto, H., Nishi, H., Harada, H., Koga, Y., Moulik, M., Doi, Y. L., Towbin, J. A., Ackerman M. J. & Kimura, A. (2009). Cardiac ankyrin repeat protein gene (ANKRD1) mutations in hypertrophic cardiomyopathy. Journal of American College of Cardiology, 54(4):334–342.
Baumgard, L.H. & Rhoads, R.P. (2013). Effects of heat stress on post-absorptive metabolism and energetics, Annual Review of Animal Biosciences, 1: 311-337.
Borges Amorim, A., Dib Saleh, M. A., Mello Miassi, G. d. & Berto, D. A. (2018). Dietary supplementation with glutamine or glutamic acid for weanling piglets. Pesquisa Agropecuária Brasileira. 53(2):229-237.
Bunprajun, T., Yimlamai, T., Soodvilai, S., Muanprasat, C. & Chatsudthipong, V. (2012). Stevioside enhances satellite cell activation by inhibiting of NF-jB signaling pathway in regenerating muscle after cardiotoxin-induced injury. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 60:2844–2851.
Doepel, L., Lobley, G.E. & Lapierre, H. (2007). Effect of glutamine supplementation on splanchnic metabolism in lactation dairy cows. Journal of Dairy Science, 90: 4325-4333.
adim, I.T., Mahgoub, O., Al–Marzooqi, W., Al–Ajmi, D.S., Al-Maqbali, R.S. & Al-Lawati S.M. (2008). The influence of seasonal temperatures on meat quality characteristics of hot-boned, m. psoas major and minor, from goats and sheep. Meat Science, 80: 210–215.
Hoffman, M. L., Peck, K.N., Forella, M.E., Fox, A.R., Govoni, K.E. & Zinn, S.A. (2016). The effects of poor maternal nutrition during gestation on postnatal growth and development of lambs. Journal of Animal Science, 94(2):789–799.
Hoffman, M. L., Rokosa M. A., Zinn, S.A., Hoagland, T.A. & Govoni, K.E. (2014). Poor maternal nutrition during gestation in sheep reduces circulating concentrations of insulin-like growth Factor-I and insulin-like growth factor binding protein-3 in offspring. Domestic Animal Endocrinology, 49:39–48.
Horak, M., Noavk, J. & Bienertova-Vasku, J. (2016). Muscle specific microRNAs in skeletal muscle development. Developmental Biology, 410:1–13.
Huang, Z., Chen, X. & Chen, D. (2011). Myostatin: A novel insight into its role in metabolism, signal pathways, and expression regulation. Cell Signal, 23(9):1441–1446.
Li, C., Basarab, J., Snelling, W.M., Benkel, B., Murdoch, B., Hansen, C. & Moore S.S. (2004). Assessment of positional candidate genes myf5 and igf1 for growth on bovine chromosome 5 in commercial lines of Bos taurus. Journal of Animal Science, 82:1–7.
Lieber, R.L. (2002) Skeletal Muscle Structure, Function and Plasticity. Lippincott, Williams & Wilkins, Philadelphia, Pennsylvania, 369 pp.
McPherron, A.C. & Lee, S.J. (1997). Double muscling in cattle due to mutations in the myostatin gene. Proceedings of the National Academy of Sciences, 94:12457–12461
Muroya, S., Nakajima, I. & Chikuni, K. (2002). Related expression of MyoD and Myf5 with myosin heavy chain isoform types in bovine adult skeletal muscles. Zoological Science, 19:755–761.
Nemati, M.; Menatian, S; Joz Ghasemi, Sh.; Hooshmandfar, R.; Taheri, M. & Saifi, T. (2018). Effect of protected-glutamine supplementation on performance, milk composition and some blood metabolites in fresh Holstein cows. Iranian Journal of Veterinary Research, 19(3):225-228
Raffaello, A., Milan, G., Masiero, E., Carnio, S., Lee, D., Lanfranchi, G., Goldberg, A.L. & Sandri, M. (2010). JunB transcription factor maintains skeletal muscle mass and promotes hypertrophy. Journal of Cell Biology, 191(1):101–113.
Reed, S. A., Raja, J. S., Hoffman, M. L., Zinn, S. A. & Govoni, K. E. (2014). Poor maternal nutrition inhibits muscle development in ovine offspring. Journal of Animal Science and Biotechnology, 5(1):43.
Roth, E. (2008). Nonnutritive Effects of Glutamine. Journal of Nutrition, 138: 2025S–2031S.
Shibata, M., Matsumoto, K., Aikawa, K., Muramoto, T., Fujimura, S. & Kadowaki, M. (2006). Gene expression of myostatin during development and regeneration of skeletal muscle in Japanese Black Cattle. Journal of Animal Science, 84, 2983–2989.
Sun, W., Su, R., Li, D., Musa, H.H., Kong, Y., Ding, J.T., Ma, Y.H., Chen, L., Zhang, Y.F. & Wu, W.Z. (2014). Developmental changes in IGF-I and MyoG gene expression and their association with meat traits in sheep. Genetics and Molecular Research, 13:2772–2783.
Venuti, J.M., Morris, J.H., Vivian, J.L., Olson, E.L. & Klein, W.H. (1995). Myogenin is required for late but not early aspects of myogenesis during mouse development. Journal of Cell Biology, 128:563–576.
Wang, S., Cai, X., Xue, K. & Chen, H. (2011). Polymorphisms of MRF4 and H-FABP genes association with growth traits in Qinchuan cattle and related hybrids. Molecular Biology Reports, 38:1013–1020.
Wood, W.M., Etermad, S., Yamamoto, M. & Goldhamer, D.J. (2013). MyoD-expressing progenitors are essential for skeletal myogenesis and satellite cell development. Development Biology, 384:114–127.
Wu, G., Bazer, F.W., Wallace, J. M. & Spencer, T. E. (2006). Intrauterine growth retardation: Implications for the animal sciences. Journal of Animal Science, 84(9):2316–2337.
Xi, P., Jiang, Z., Dai, Z., Li, X., Yao, K., Zheng, C., Lin, Y., Wang, J. & Wu, G. (2012). Regulation of protein turnover by L-glutamine in porcine intestinal epithelial cells. The Journal of Nutritional Biochemistry, 23(8): 1012-1017.
Yan, X., Huang, X., Zhao, J. X., Rogers, C. J., Zhu, M. J., Ford, S. P., Nathanielsz, P. W. & Du, M. (2013). Maternal obesity downregulates microRNA let-7g expression, a possible mechanism for enhanced adipogenesis during ovine fetal skeletal muscle development. International Journal of Obesity, 37(4):568–575.
Zhong, T., Jin, P.F., Dong, E.N., Li, L., Wang, L.J. & Zhang, H.P. (2013). Caprine sex affects skeletal muscle profile and MRFs expression during postnatal development. Animal Science Journal, 84: 442–448.